技術參考

胎牛血清(FBS)的熱去活化

重點摘要

胎牛血清的熱去活化,是在血清加入培養基之前,先在 56 °C 下進行 30 分鐘受控加溫,把補體級聯系統中不耐熱的蛋白質破壞掉。標準做法是:先把血清解凍,回溫到 37 °C,再移入 56 °C 水浴,從血清本身真正達到溫度的那一刻起計時整整 30 分鐘,其間每 5-10 分鐘輕輕搖晃一次,時間到立刻冷卻並分裝。對於已建立細胞株的例行培養,這個步驟通常並不必要——胎牛血清本身的補體活性就很低,而加熱同時也會破壞不耐熱的生長因子;但在免疫學分析與對補體敏感的細胞上,它仍然是標準做法。

熱去活化到底去掉了什麼

補體是由大約三十種血漿蛋白組成的級聯系統,屬於先天免疫的一部分。一旦被啟動——典型的情形是抗體結合到細胞表面——級聯反應會依序經過 C1、C4、C2 與 C3,組裝出膜攻擊複合體,在標的細胞膜上打出孔洞並使細胞溶解。其中幾個早期成分,特別是 C1q 與 C2,並不耐熱,在 56 °C 下幾分鐘內就失去活性。這就是整個做法全部的生化基礎。

細胞培養上真正的顧慮在於:血清中殘留的補體可能溶解培養中的細胞、干擾以抗體為基礎的分析,或活化正在被研究的免疫細胞。在量測補體依賴性細胞毒性的分析裡,血清添加物帶進來的補體就是直接的干擾因子,把它移除並不是可有可無的選項。

有兩件事是熱去活化做不到的,卻經常被想當然耳地誤以為做得到:

  • 它不是滅菌步驟。 56 °C 三十分鐘無法可靠地使病毒失去活性,也無法清除黴漿菌。血清的微生物安全性來自製造過程中的 0.1 微米過濾除菌,必要時再加上伽瑪射線照射——而不是來自使用者手邊那台水浴槽。
  • 它不會降低批次間差異。 熱去活化血清帶有與未處理原料完全相同的批次變異,加熱甚至可能把差異放大,因為每一批血清中不耐熱成分的含量本來就不一樣。

操作流程:56 °C、30 分鐘熱去活化 FBS

這個程序的失敗模式全都是熱的問題:太熱或太久會破壞血清成分,太涼或太短則留下完整的補體。以下每一個步驟的存在,都是為了精準控制溫度。

  1. 緩慢解凍血清。 先把瓶子從 -20 °C 移到 2-8 °C 放置一夜,再回到室溫。切勿把整瓶血清直接放在 37 °C 或微波爐中解凍;局部過熱會使蛋白質變性,產生絮狀沉澱,而這筆帳最後常常被算到熱去活化步驟頭上。
  2. 混勻。 完全解凍後把瓶子上下翻轉數次。血清在保存期間會分層,未混勻的瓶子受熱也不均勻。
  3. 先預熱到 37 °C。 把瓶子放進 37 °C 水浴,直到內容物達到溫度。這能縮短後續爬升到 56 °C 所需的時間,而升溫這一段正是整個循環中最無法精準控制的部分。
  4. 架設 56 °C 水浴。 用校正過的溫度計確認水浴確實在 56 °C,最好落在 ±0.5 °C 之內。許多水浴槽會漂移 1-2 °C。加水量要讓水位高於瓶內血清液面,並且絕對不要讓瓶子直接靠在加熱元件上。
  5. 準備一支溫度對照瓶。 取一支相同的瓶子,裝入等體積的水並插入溫度計,與血清瓶一起放進水浴。這是唯一可靠、能判斷血清本身(而不是水浴)何時真正到達 56 °C 的方法。
  6. 從對照瓶到達 56 °C 才開始計時,而不是從瓶子放進去那一刻。 一瓶 500 mL 的血清需要相當長的時間才會平衡。確實維持 30 分鐘。
  7. 每 5-10 分鐘輕輕搖晃一次。 血清黏稠,容易形成溫度梯度;輕搖能讓整瓶都在同一溫度,避免緊貼玻璃壁的一層被過度加熱。是輕輕旋搖,不是用力搖晃——起泡會使蛋白質在氣液界面變性。
  8. 立刻冷卻。 30 分鐘一到,馬上把瓶子移到冰浴或 2-8 °C。留在檯面上慢慢冷卻,等於又多給了一段不受控制的熱劑量。
  9. 在無菌容器中分裝成單次使用的體積,並在生物安全櫃中以無菌操作進行。把一瓶 500 mL 分裝成 50 mL 的小份,可以避免反覆凍融,也免除了把用過一半的瓶子再加熱一次的誘惑。
  10. 於 -20 °C 避光保存。 清楚標示為熱去活化並註明日期。絕對不要熱去活化兩次——第二次循環大約會讓熱傷害加倍,卻換不到任何額外的好處。

量放大時的提醒:如果要一次處理數瓶,不要把水浴塞滿。每多一瓶,整槽水回到 56 °C 的速度就更慢,不受控制的升溫階段也就拉得更長。

為什麼是 56 °C、30 分鐘

這組數字來自經驗與歷史。它源於古典血清學:56 °C、30 分鐘被確立為足以消除人類與動物血清中補體溶血活性、同時大致保留免疫球蛋白的條件。當哺乳動物細胞培養開始使用血清作為添加物時,就原封不動地把血清學的慣例整套搬了過來。

這個慣例從來不是靠細胞培養領域的比較試驗建立起來的,也從未針對這個用途最佳化過。它是一個能可靠殺死補體的門檻,而不是一個已被證明對培養細胞最有利的設定。這個區別很重要,因為同樣的 56 °C、30 分鐘也同時作用在血清裡其他所有成分上。

哪些情況真的需要熱去活化

確實存在一組(雖然範圍不大)應用,其中血清添加物裡的補體是真正的干擾物,必須移除:

  • 補體依賴性細胞毒性(CDC)分析。 整個判讀就是補體造成的溶解,而補體是刻意從一個明確定義的來源加入的。血清添加物帶進來的任何補體都會破壞基線。
  • 免疫學分析與免疫細胞培養。 淋巴球增生與活化分析、混合淋巴球反應,以及初代免疫細胞培養這一整類工作,補體成分都可能活化或溶解正在研究的細胞。
  • 融合瘤培養與單株抗體相關工作。 這是普遍的實驗室慣例,一方面因為細胞源自免疫系統,另一方面因為補體可能干擾以抗體為基礎的下游判讀。
  • 對補體敏感的初代細胞與分化細胞。 確實有少數細胞株在熱去活化血清上長得比較好。Coriell 表示,他們改用一般血清之後,發現有一小部分分化細胞株在熱去活化材料上表現較佳,不過這種情形並不常見。
  • 補體可能參與中和作用或溶解受感染細胞、進而混淆效價的病毒中和實驗。

如果你的流程落在上述任何一類,就做熱去活化——或者直接購買預先去活化的血清,它的溫度控制比實驗室水浴槽所能達到的更好。

哪些情況並不需要:證據怎麼說

就已建立細胞株的例行維持培養而言,現有證據並不支持把熱去活化當成預設步驟。

胎牛血清的補體活性本來就很低。 Triglia 與 Linscott 發現,市售 FBS 中補體成分的含量只有成年牛血清的一小部分,而且在十份市售 FBS 樣本中,即使是未稀釋的血清也測不到溶血現象。胎牛尚未經歷足以建立成年補體效價的免疫暴露,血清又在加工與過濾過程中被進一步耗竭。

補體途徑還需要抗體才能啟動。 古典途徑是由抗原-抗體複合物觸發的。在以牛血清培養已建立細胞株的一般情況下,這個觸發條件基本上並不存在。

一般操作本身就已經去活化了剩下的大部分。 血清在使用前照例會解凍並回溫到 37 °C,而早期補體成分不耐熱到光是這樣的操作就已大幅降低其活性。

大規模的實際經驗也一致。 Coriell 把館藏細胞的培養從熱去活化血清改為一般胎牛血清,並報告熱去活化對大多數細胞株並不必要。像 HEK293、CHO、NIH/3T3 這類強健的常用細胞株與同類纖維母細胞株,都看不出任何益處。

說實話,在大多數流程裡熱去活化都是一個歷史遺留步驟。它之所以留存下來,是因為它被寫進了實驗室的標準作業程序,因為只維持單一血清庫存比較方便,也因為沒有人想當那個在運作正常的培養系統中動了一個變數的人。

熱去活化的代價

56 °C 三十分鐘並不是一項有選擇性的操作。它移除補體的同時,也作用在血清蛋白質體的其餘部分上。

不耐熱生長因子的流失。 血清是靠一組定義不清的混合物支持細胞生長的——生長因子、荷爾蒙、貼附因子與載體蛋白,其中有些對熱敏感。溫度太高或暴露太久會破壞其中一部分,這正是這個流程容許誤差如此嚴格的原因。實務上的後果通常表現為接種效率與選殖效率下降,而不是整體生長速率改變——低密度下的細胞最依賴那些不耐熱的成分。

血清蛋白質體被改變。 加熱會使一部分血清蛋白變性並聚集。對蛋白質體與代謝體研究來說這是直接的問題:以熱去活化血清培養的細胞,其分析圖譜與未處理血清培養的細胞不同,而這個差異只是添加物造成的假象。

干擾細胞外囊泡研究。 已有研究顯示熱處理會改變產生囊泡之細胞的蛋白質圖譜,因此熱去活化血清並不適合用於細胞外囊泡的分離與特性分析。囊泡研究一般需要以超高速離心或切向流過濾製成的去囊泡血清,那是與熱去活化血清完全不同的產品。

沉澱與混濁。 加熱時的蛋白質聚集會產生絮狀物或整體霧濁。這不是汙染,但它會讓培養基變混、可能被誤判為汙染,也會增加最後落在培養面上的顆粒。事前解凍過頭與過程中過熱,都會讓情況更糟。

時間與成本。 這個程序每一批就要佔用一台水浴槽和一名操作人員將近一小時,而且是對一項昂貴試劑進行的親手無菌操作,隨之而來的汙染風險不言可喻。

常見失敗模式與排除

去活化後出現大量沉澱或膠狀層。 血清被過度加熱——可能是水浴過衝、瓶子靠在加熱元件上,或是在血清尚未到溫時就開始計時,實際維持時間遠超過 30 分鐘。細微沉澱可以用 0.22 微米濾膜過濾去除,但會損失一部分蛋白質。預防之道是校正過的水浴、一支裝水的對照瓶,以及足夠的水位。

血清表現不如它所取代的那批未處理血清。 懷疑熱劑量過量。請比較接種效率與選殖效率,而不是只看 72 小時的匯合度——那兩項才是對不耐熱成分流失最敏感的終點。

仍然測得到補體活性。 血清根本沒有達到 56 °C。這是把計時起點設在瓶子入浴而非內容物到溫時的標準結果,在 500 mL 的瓶子上尤其常見。

液面出現泡沫與變性蛋白。 瓶子被用力搖晃而不是輕輕旋搖。血清蛋白在氣液界面上極容易變性。

添加後培養基混濁。 通常是帶入的沉澱。使用前把血清瓶對著光檢視;必要時過濾。

不同操作人員之間批次不一致。 水浴裝載量不同、瓶子大小不同、計時慣例不同,做出來的產品確實不一樣。實驗室如果要做熱去活化,就需要一份書面標準作業程序,明訂對照瓶與計時起點規則,否則「熱去活化」根本不是一項有定義的處理。

熱去活化、伽瑪射線照射與過濾除菌的比較

這三種處理在採購決策中經常被混為一談,實際上它們做的是完全不同的工作。

過濾除菌是以一連串濾膜、最後降至 0.1 微米的製造步驟,讓血清在微生物層面上可安全用於培養。它能去除細菌與真菌,而 0.1 微米過濾也能大幅降低黴漿菌。這個步驟不是選配,也不是使用者自己做的。

伽瑪射線照射是製造商對冷凍血清以驗證過的劑量施行的病毒削減步驟。它針對的是過濾無法去除的外源性病毒因子,用在下游應用屬於生技藥品、或法規要求提供病毒削減文件的場合。照射本身也會讓血清效能付出一點小小的代價。

熱去活化兩者都不是。它是由使用者執行、或由供應商預先處理的功能性處理,針對的是單一類蛋白質,對微生物或病毒安全性沒有任何實質貢獻。

由此可以推得:標籤上的「熱去活化」回答的是關於補體的問題,對無菌性則什麼也沒說。如果擔心的是外源性因子,該看的規格是過濾流程、伽瑪射線照射狀態,以及來源國與可追溯性文件——而不是熱處理。

熱去活化血清與未處理胎牛血清依應用別比較。「不需要」指的是補體在該情境下不是合理的干擾因子,熱處理的代價超過任何可能的好處;在更動既有流程之前,請先在自己的系統中驗證。
應用需要熱去活化血清嗎?理由
連續細胞株的例行維持培養(HeLa、CHO、HEK293、NIH/3T3、Vero)不需要FBS 中的補體活性很低,古典途徑也缺少啟動所需的抗體,而例行回溫到 37 °C 已經降低了殘存的活性
補體依賴性細胞毒性(CDC)分析必要血清添加物帶進來的補體正是被量測的變數,不能來自不受控制的來源
初代淋巴球、PBMC 與免疫細胞培養;增生與活化分析建議採用補體成分可能活化或溶解正在研究的免疫細胞
融合瘤培養與單株抗體生產普遍採用細胞源自免疫系統,且補體可能干擾以抗體為基礎的下游判讀
病毒中和與效價測定分析視情況而定若補體可能參與中和或溶解受感染細胞則需要,否則不必
單株分離、群落形成與低密度接種應避免這些終點最仰賴不耐熱的生長因子與貼附因子,熱傷害會最先在這裡顯現
細胞外囊泡的分離與特性分析應避免熱處理會改變產生囊泡之細胞的蛋白質圖譜;請改用去囊泡血清,那是另一種產品
培養細胞的蛋白質體與代謝體分析應避免加熱會改變血清蛋白質體並產生聚集物,使分析圖譜偏移
昆蟲細胞培養(Sf9、Sf21)使用含血清培養基不需要這個系統中沒有相關的哺乳動物補體途徑
無血清、化學成分明確與無動物來源的流程不適用其中並無血清,補體在設計上就不存在

常見問題

FBS 熱去活化要用什麼溫度和時間?

56 °C、30 分鐘。這 30 分鐘要從血清本身達到 56 °C 的那一刻算起,而不是從瓶子放進水浴時開始,這也是為什麼要在旁邊放一支裝水並插著溫度計的對照瓶。

為什麼血清熱去活化偏偏是 56 °C?

早期補體成分,特別是 C1q 與 C2,在 56 °C 下幾分鐘內就失去活性,而免疫球蛋白大致得以保留。這個數字是在古典血清學中確立的,之後原封不動被帶進細胞培養領域,從未針對培養細胞最佳化過。

FBS 一定要熱去活化嗎?

對大多數已建立的細胞株而言,不必。胎牛血清的補體含量只有成年牛血清的一小部分,Triglia 與 Linscott 在十份市售 FBS 樣本中,即使未稀釋也測不到溶血。Coriell 在改用一般血清後也報告,熱去活化對大多數細胞株並不必要。但在補體依賴性分析與免疫細胞工作上,它仍然是必要的。

熱去活化 FBS 和一般 FBS 差在哪裡?

差別只在 56 °C、30 分鐘的熱處理。熱去活化血清失去了補體活性與部分不耐熱的生長因子,也可能帶有蛋白質聚集產生的細微沉澱。兩種產品的無菌程度相同,因為無菌性來自製造商的 0.1 微米過濾除菌,而不是來自加熱。

熱去活化能殺死血清中的病毒或黴漿菌嗎?

不能。56 °C 三十分鐘並不是經驗證的病毒去活化步驟,也無法清除黴漿菌。微生物安全性來自製造過程中的 0.1 微米過濾除菌,病毒風險的削減則來自有指定時的伽瑪射線照射。

血清可以熱去活化兩次嗎?

不行。第二次循環大約會讓不耐熱血清成分的熱傷害加倍,卻沒有任何額外好處,因為補體在第一次就已經被破壞了。已經標示為熱去活化的瓶子,絕對不要再處理一次。

為什麼我的血清熱去活化後變混濁或產生沉澱?

是過熱造成的蛋白質聚集。常見原因包括水浴溫度衝過 56 °C、瓶子靠在加熱元件上、事前解凍太過激烈,或是計時方式讓血清實際上被維持在溫度以上超過 30 分鐘。細微沉澱可用 0.22 微米過濾去除,但會損失一些蛋白質。

幹細胞或初代細胞培養需要熱去活化血清嗎?

預設不需要。這類培養對不耐熱的生長因子與貼附因子流失最敏感,因此批次篩選與一批合格血清遠比熱處理重要得多。只有在特定流程或特定細胞型別已被證明有此需求時才做熱去活化。

昆蟲細胞培養需要熱去活化血清嗎?

不需要。Sf9 與 Sf21 系統沒有可被干擾的哺乳動物補體途徑,所以這項處理的理由並不成立。何況現在大多數昆蟲細胞工作已改用無血清培養基。

買預先去活化的 FBS 好,還是在實驗室自己做?

如果確實有需要,購買預先去活化的血清通常控制得更好。製造商使用經驗證且受監控的加熱製程;實驗室水浴槽可能漂移 1-2 °C,而一瓶 500 mL 的升溫時間也很難掌握。自己處理主要在你已經握有一批合格的未處理血清、想把其中一部分去活化時才划算。

熱去活化能減少血清的批次間差異嗎?

不能,甚至可能更糟。熱去活化血清承受與未處理血清相同的批次變異,而加熱在不同批次中對熱敏感成分的破壞程度也不一樣。用自己的細胞與判讀終點做批次篩選,才是控制差異的唯一辦法。

熱去活化血清該怎麼保存?

分裝成單次使用的無菌容器,於 -20 °C 避光冷凍保存。單次使用的分裝可避免反覆凍融(凍融本身也會傷害血清),也免除了把用過一半的瓶子再加熱一次的誘惑。

相關產品

延伸閱讀

  • 化學成分明確培養基 化學成分明確培養基(CD 培養基)是指配方中每一種成分的化學身分與濃度都明確已知的細胞培養基——不含血清、不含蛋白質水解物,也不含任何組成未經定義的生物萃取物。它仍然可以含有蛋白質,只要那是序列明確、以已知濃度加入的重組蛋白質;這正是「化學成分明確」與「無蛋白質」屬於兩個不同分類、而非同義詞的原因。化學成分明確培養基消除了血清帶來的批次間變異、外源感染因子風險與法規負擔,是 CHO、HEK293 與融合瘤系統進行生物製劑生產的標準選擇。
  • DMEM(Dulbecco 改良 Eagle 培養基) DMEM 是把 Eagle 最低必需培養基的胺基酸與維生素濃度提高約四倍而來的基礎細胞培養基。它有高葡萄糖(4,500 mg/L,25 mM)與低葡萄糖(1,000 mg/L,5.6 mM)兩種型式,以 3,700 mg/L 碳酸氫鈉緩衝,必須另外添加血清或定義明確的添加物,並搭配 CO2 環境才能維持生理 pH。DMEM 是 HEK293、HeLa、NIH/3T3、Vero 與貼壁型 CHO 等貼壁細胞株,以及大多數初代纖維母細胞的預設培養基。
  • RPMI 1640 培養基 RPMI 1640 是一種基礎細胞培養基,1966 年由羅斯威爾帕克紀念研究所為了在懸浮狀態下培養人類白血球而開發。它含有 2,000 mg/L 葡萄糖(11.1 mM)、2,000 mg/L 碳酸氫鈉(23.8 mM,為 5% CO2 環境而設定的緩衝)、異常高的磷酸鹽(約 5.6 mM)、偏低的鈣(約 0.42 mM),以及一組相當特殊的成分——還原型麩胱甘肽、生物素、維生素 B12、對胺基苯甲酸與羥脯胺酸。它是淋巴球、融合瘤,以及多數已適應懸浮培養的造血與淋巴系細胞株的標準培養基,一般搭配 10% 胎牛血清使用。
  • 細胞培養基中的酚紅 酚紅(酚磺酞)是加在細胞培養基中的 pH 指示劑,含量大約 5-15 mg/L;在 pH 約 6.8 以下轉為黃色,在 pH 約 8.2 以上轉為粉紅到桃紅色,而健康培養基那種正常的橙紅色則落在 pH 7.4 附近。培養基變黃代表酸化,幾乎都是細胞代謝產生的乳酸,來自過度生長的培養或細菌汙染;培養基變粉紅或變紫則代表培養基轉為鹼性,原因幾乎都是 CO2 從碳酸氫鹽緩衝系統中逸失。酚紅本身沒有任何緩衝能力,純粹是診斷用的指標;螢光與吸光度分析,以及雌激素反應性細胞的實驗,都應改用無酚紅培養基,因為這個染料會干擾判讀。
  • Trypsin-EDTA Trypsin-EDTA 是一種細胞解離試劑,結合了絲胺酸蛋白酶胰蛋白酶與螯合劑 EDTA:胰蛋白酶會在細胞表面蛋白與基質蛋白的離胺酸、精胺酸殘基的 C 端側切斷胜肽鍵,EDTA 則結合細胞黏附分子所需的鈣離子與鎂離子。它配製於不含鈣與鎂的平衡鹽溶液中,最常見的規格是供一般細胞株繼代培養使用的 0.05% 胰蛋白酶(0.5 g/L),以及供貼附牢固的細胞與初代培養使用的 0.25%(2.5 g/L)。典型用法是在 37 °C 下作用 2-5 分鐘,之後立即以含血清培養基或明確定義的胰蛋白酶抑制劑終止反應。

參考文獻

對您的特定應用有疑問嗎?我們的技術團隊會在 1 個工作日內回覆—— [email protected]